Эволюция диагностики герпесвирусных инфекций: сравнительный анализ традиционных и инновационных подходов

Современные вызовы диагностики герпесвирусных инфекций требуют переосмысления существующих подходов и внедрения инновационных решений. В представленном исследовании проведен комплексный анализ эволюции диагностических методов – от традиционных серологических тестов до передовых молекулярных технологий. Основное внимание уделено критической оценке эффективности различных диагностических методик на основании систематического обзора научных публикаций за 2013–2023 гг. из баз PubMed, Scopus и eLibrary. Результаты исследования свидетельствуют о значительном прогрессе в области лабораторной диагностики герпесвирусов. Мультиплексные системы полимеразной цепной реакции нового поколения демонстрируют оптимальное сочетание высокой чувствительности (95–98 %) и скорости анализа (до 2 ч), что делает их предпочтительным выбором для рутинной практики. Особый интерес представляют перспективные изотермальные методы амплификации (петлевая изотермическая амплификация и амплификация с рекомбиназной полимеразой), которые, несмотря на необходимость дополнительной валидации, открывают новые возможности для экспресс-диагностики в условиях ограниченных ресурсов. Отдельно следует отметить революционный потенциал технологий секвенирования нового поколения и систем на основе кластеризованных регулярно разделенных коротких палиндромных повторов, обеспечивающих беспрецедентную точность выявления резистентных штаммов и редких генетических вариантов. Однако их широкое внедрение пока сдерживается экономическими факторами. Обоснована необходимость разработки дифференцированных диагностических алгоритмов, сочетающих доступные скрининговые методы с высокоточными технологиями для сложных случаев, а также достижения международного консенсуса по стандартизации диагностических протоколов.

1. Carneiro V. C. S., Pereira J. G., de Paula V. S. Family Herpesviridae and neuroinfections: current status and research in progress // Memórias do Instituto Oswaldo Cruz. 2022. Vol. 117. P. 200–220. doi: 10.1590/007402760220200.

2. Roizman B., Baines J. The diversity and unity of Herpesviridae // Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Diseases. 1991. Vol. 14, no. 2. P. 63–79. doi: 10.1016/0147-9571(91)90122-t.

3. Gatherer D., Depledge D. P., Hartley C. A., Moriah L. S., Paola K. V., Mária Benkő, Curtis R. B., Neil A. B., Akbar D., Andor D., Ursula A. G., Naoki I., Keith W. J., Rajeev K., Vincent L., Peter N., Francesco C. O., Richard J. O., Philip E. P., Schmid D. S., Spatz S. J., Stewart J. P., Trimpert J., Waltzek T. B., Davison A. J. ICTV Virus Taxonomy Profile: Herpesviridae 2021 // Journal of General Virology. 2021. Vol. 102, no. 10. P. 163–167. doi: 10.1099/jgv.0.001673

4. James C., Harfouche M., Welton N. J., Turner K. M., Abu-Raddad L. J., Gottlieb S. L., Looker K. J. Herpes simplex virus: global infection prevalence and incidence estimates, 2016 // Bulletin of the World Health Organization. 2020. Vol. 98, no. 5. P. 315–329. doi:10.2471/BLT.19.237149.

5. Касымова Е. Б., Башкина О. А., Галимзянов Х. М., Зулькарнеев Р. Ш. Динамика герпесвирусных инфекций у детей Астраханской области по данным ПЦР-диагностики // Астраханский медицинский журнал. 2012. Т. 7, № 2. С. 116–119.

6. Ho D. Y., Enriquez K., Multani A. Herpesvirus Infections Potentiated by Biologics // Infectious Disease Clinics of North America. 2020. Vol. 34, no. 2. P. 311–339. doi: 10.1016/j.idc.2020.02.006.

7. Шамгунова Б. А., Демидов А. А., Заклякова Л. В., Горбунова О. Е., Касымова Е. Б., Завьялова И. Н. Лекарственно-индуцированная реакция гиперчувствительности (DRESS-синдром), ассоциированная с реактивацией герпесвирусной инфекции (клиническое наблюдение) // Современные проблемы науки и образования. 2020. № 4. С. 169. doi: 10.17513/spno.30054.

8. Zong Y., Kamoi K., Miyagaki M., Zhang J., Yang M., Zou Y., Ohno-Matsui K. Applications of Biological Therapy for Latent Infections: Benefits and Risks // International Journal of Molecular Sciences. 2024. Vol. 25, no. 17. P. 84–91. doi: 10.3390/ijms25179184.

9. Auwaerter P. G. Recent advances in the understanding of infectious mononucleosis: are prospects improved for treatment or control? // Expert Review of Anti-infective Therapy. 2006. Vol. 4, no. 6. P. 1039–1049. doi: 10.1586/14787210.4.6.1039.

10. García-Bermejo I., de Ory-Manchón F. Diagnóstico serológico de las infecciones congénitas y algoritmos para mejorar la eficacia diagnóstica [Serological diagnosis of congenital infections and algorithms to improve diagnostic efficacy] // Enferm Infecc Microbiol Clin. 2015. P. 20–26. doi: 10.1016/S0213-005X(15)30011-2.

11. Solomon A. R. New diagnostic tests for herpes simplex and varicella zoster infections // J Am Acad Dermatol. 1988. Vol. 18, 1 Pt 2. P. 218–221. doi: 10.1016/s0190-9622(88)70032-8.

12. Wald A., Ashley-Morrow R. Serological testing for herpes simplex virus (HSV)-1 and HSV-2 infection // Clin Infect Dis. 2002. Vol. 35. P. 173–182. doi: 10.1086/342104.

13. Balachandran N., Oba D. E, Hutt-Fletcher L. M. Antigenic cross-reactions among herpes simplex virus types 1 and 2, Epstein-Barr virus, and cytomegalovirus // J Virol. 1987. Vol. 61, no. 4. P. 1125–1135. doi: 10.1128/JVI.61.4.1125-1135.1987.

14. Caselli E., Di Luca D. Molecular biology and clinical associations of Roseoloviruses human herpesvirus 6 and human herpesvirus 7 // New Microbiol. 2007. Vol. 30, no. 3. P. 173–187.

15. Kühn J. E., Klaffke K., Munk K., Braun R. W. HSV-1 gB and VZV gp-II crossreactive antibodies in human sera // Arch Virol. 1990. Vol. 112. P. 203–213. doi: 10.1007/BF01323165.

16. Marcos M. A., Alvarez-Martínez M. J., Niubó J., Pumarola T. Infecciones en el paciente inmunodeprimido [Infections in immunosuppressed patients] // Enferm Infecc Microbiol Clin. 2008. 26 Suppl 9. P. 58–65. doi: 10.1016/s0213-005x(08)76542-x.

17. Spausta G., Ciarkowska J., Wiczkowski A., Adamek B. Pierwotniaki oportunistyczne--problem u chorych z obnizona odpornościa [Opportunistic protozoa--the problem in immunodeficient patients] // Pol Merkur Lekarski. 2005. Vol. 18, no. 105. P. 339–341.

18. Scampoli P., Di Martino G., Cedrone F., Odio C., Giovanni P., Romano F., Staniscia T. The Burden of Herpes Zoster on Hospital Admissions: A Retrospective Analysis in the Years of 2015-2021 from the Abruzzo Region, Italy // Vaccines (Basel). 2024. Vol. 12, no. 5. P. 462. doi: 10.3390/vaccines12050462.

19. Miller C. S., Redding S. W. Diagnosis and management of orofacial herpes simplex virus infections // Dent Clin North Am. 1992. Vol. 36, no. 4. P. 879–895.

20. Tuddenham S., Hamill M. M., Ghanem K. G. Diagnosis and Treatment of Sexually Transmitted Infections: A Review // JAMA. 2022. Vol. 327, no. 2. P. 161–172. doi: 10.1001/jama.2021.23487.

21. Tierney W. M., Vicino I. A., Sun S. Y., Chiu W., Engel E. A., Taylor M. P., Hogue I. B. Methods and Applications of Campenot Trichamber Neuronal Cultures for the Study of Neuroinvasive Viruses // Methods Mol Biol. 2022. Vol. 2431. P. 181–206. doi:10.1007/978-1-0716-1990-2_9.

22. Linz B., Muchohi S., Barton N. R. Herpes B Virus: Occupational Exposures and Diagnostics // Clin Lab Med. 2025. Vol. 45, no. 1. P. 63–71. doi: 10.1016/j.cll.2024.10.003.

23. Sherrard J., Wilson J., Donders G., Mendling W., Jensen J. S. 2018 European (IUSTI/WHO) International Union against sexually transmitted infections (IUSTI) World Health Organisation (WHO) guideline on the management of vaginal discharge // Int J STD AIDS. 2018. Vol. 29, no. 13. P. 1258–1272. doi:10.1177/0956462418785451.

24. Kates O. S., McDade H., Tinney F. J. Jr., Weeks-Groh S. R. HHV-8-associated diseases in transplantation: A case report and narrative review focused on diagnosis and prevention // Transpl Infect Dis. 2024. P. 134–143. doi: 10.1111/tid.14334.

25. Mularoni A., Cona A., Bulati M., Busà R., Miele M., Timoneri F., Bella M., Castelbuono S., Barbera F., Carlo D., Volpe L., Gallo A., Luca A. M., Coniglione G., Todaro F., Barozzi P., Riva G., Pietrosi G., Gruttadauria S., Bertani A., Vitulo P., Fontana A., Cipriani M., Rizzo S., Arcadipane A., Luca A., Mikulska M., Conaldi P. G., Grossi P. A., Luppi M. Serologic screening and molecular surveillance of Kaposi sarcoma herpesvirus/human herpesvirus-8 infections for early recognition and effective treatment of Kaposi sarcoma herpesvirus-associated inflammatory cytokine syndrome in solid organ transplant recipients // Am J Transplant. 2025. Vol. 25, no. 5. P. 1070– 1085. doi: 10.1016/j.ajt.2024.11.013.

26. Strick L. B., Wald A. Diagnostics for herpes simplex virus: is PCR the new gold standard? // Mol Diagn Ther. 2006. Vol. 10, no. 1. P. 17–28. doi: 10.1007/BF03256439.

27. Shibata D. PCR diagnostics of herpes-virus-group infections // Ann Med. 1992. Vol. 24, no. 3. P. 221–224. doi: 10.3109/07853899209147826.

28. Morishima T. Progress in diagnosing herpesvirus infections // Nagoya J Med Sci. 1999. Vol. 62. P. 83–97.

29. Engelmann I., Petzold D. R., Kosinska A., Hepkema B. G., Schulz T. F., Heim A. Rapid quantitative PCR assays for the simultaneous detection of herpes simplex virus, varicella zoster virus, cytomegalovirus, Epstein-Barr virus, and human herpesvirus 6 DNA in blood and other clinical specimens // J Med Virol. 2008. Vol. 80, no. 3. P. 467– 477. doi: 10.1002/jmv.21095.

30. Vrioni G., Kalogeropoulos C., Gartzonika C., Priavali E., Levidiotou S. Usefulness of Herpes Consensus PCR methodology to routine diagnostic testing for herpesviruses infections in clinical specimens // Virol J. 2007. Vol. 4, no. 59. P. 1–4. doi: 10.1186/1743-422X-4-59.

31. Drago L., Lombardi A., De Vecchi E, Giuliani G., Bartolone R., Gismondo M. R. Comparison of nested PCR and real time PCR of Herpesvirus infections of central nervous system in HIV patients // BMC Infect Dis. 2004. Vol. 4. P. 55. doi: 10.1186/1471-2334-4-55.

32. Bewersdorf J. P., Koedel U., Patzig M., Dimitriadis K., Paerschke G., Pfister H. W., Klein M. Challenges in HSV encephalitis: normocellular CSF, unremarkable CCT, and atypical MRI findings // Infection. 2019. Vol. 47, no. 2. P. 267–273. doi: 10.1007/s15010-018-1257-7.

33. Sundelin T., Bialas J., de Diego J., Hermanowski M., Leibhan H., Ponderand L., Juanola-Falgarona M., Jones T., Rey M., Johnson S., Pareja J., Caspar Y. Evaluation of the QIAstat-Dx Meningitis/Encephalitis Panel, a multiplex PCR platform for the detection of community-acquired meningoencephalitis // J Clin Microbiol. 2023. Vol. 61, no. 10. P. 423–426. doi: 10.1128/jcm.00426-23.

34. Luzius T., Jeske S. D., Baer J., Goelnitz U., Protzer U., Wettengel J. M. A Multiplex Polymerase Chain Reaction Assay for the Detection of Herpes Simplex Virus, Cytomegalovirus, and Varicella-Zoster Virus in Cerebrospinal Fluid // Microorganisms. 2025. Vol. 13, no. 1. P. 111. doi: 10.3390/microorganisms13010111.

35. H A. N., Gita S., Chawla R., Tandon R. Multiplex PCR for Detection of Herpes Simplex Viruses Type-1 and Type-2, Cytomegalovirus, Varicella-zoster Virus, and Adenovirus in Ocular Viral Infections // J Ophthalmic Vis Res. 2021. Vol. 16, no. 1. P. 3–11. doi: 10.18502/jovr.v16i1.8243.

36. Zhang Y., Kimura T., Fujiki K., Sakuma H., Murakami A., Kanai A. Multiplex polymerase chain reaction for detection of herpes simplex virus type 1, type 2, cytomegalovirus, and varicella-zoster virus in ocular viral infections // Jpn J Ophthalmol. 2003. Vol. 47, no. 3. P. 260–264. doi: 10.1016/s0021-5155(03)00014-5.

37. Trujillo-Gómez J., Tsokani S., Arango-Ferreira C., Atehortúa-Muñoz S., Jimenez-Villegas M. J., SerranoTabares C., Veroniki A. A., Florez I. D. Biofire FilmArray Meningitis/Encephalitis panel for the aetiological diagnosis of central nervous system infections: A systematic review and diagnostic test accuracy meta-analysis // EClinicalMedicine. 2022. Vol. 44. P. 101275. doi: 10.1016/j.eclinm.2022.101275.

38. Vaugon E., Mircescu A., Caya C., Yao M., Gore G., Dendukuri N., Papenburg J. Diagnostic accuracy of rapid one-step PCR assays for detection of herpes simplex virus-1 and -2 in cerebrospinal fluid: a systematic review and meta-analysis // Clin Microbiol Infect. 2022. Vol. 28, no. 12. P. 1547–1557. doi: 10.1016/j.cmi.2022.06.004.

39. López N., Cuesta G., Rodríguez-Vega S., Rosas E., Chumbita M., Casals-Pascual C., Morata L., Vergara A., Bodro M., Bosch J., Herrera S., Martínez J. A., Mensa J., Garcia-Vidal C., Ángeles Marcos M., Vila J., Soriano A., Puerta-Alcalde P. Multiplex real-time PCR FilmArray performance in the diagnosis of meningoencephalitis: lights and shadows // Infection. 2024. Vol. 52, no. 1. P. 165–172. doi: 10.1007/s15010-023-02076-x.

40. Trujillo-Gómez J., Tsokani S., Arango-Ferreira C., Atehortúa-Muñoz S., Jimenez-Villegas M. J., SerranoTabares C., Veroniki A. A., Florez I. Biofire FilmArray Meningitis/Encephalitis panel for the aetiological diagnosis of central nervous system infections: A systematic review and diagnostic test accuracy meta-analysis // EClinicalMedicine. 2022. Vol. 44. P. 101275. doi: 10.1016/j.eclinm.2022.101275.

41. Tansarli G. S., Chapin K. C. Diagnostic test accuracy of the BioFire® FilmArray® meningitis/encephalitis panel: a systematic review and meta-analysis // Clin Microbiol Infect. 2020. Vol. 26, no. 3. P. 281–290. doi: 10.1016/j.cmi.2019.11.016.

42. Lee S. H., Chen S. Y., Chien J. Y., Lee T. F., Chen J. M., Hsueh P. R. Usefulness of the FilmArray meningitis/encephalitis (M/E) panel for the diagnosis of infectious meningitis and encephalitis in Taiwan // J Microbiol Immunol Infect. 2019. Vol. 52, no. 5. P. 760–768. doi: 10.1016/j.jmii.2019.04.005.

43. Slinger R., Amrud K., Sant N., Ramotar K., Desjardins M. A comparison of the Quidel Solana HSV 1 + 2/VZV Assay, the Focus Diagnostics Simplexa HSV 1-2 Direct Assay and the Luminex Aries HSV 1-2 Assay for detection of herpes simplex virus 1 and 2 from swab specimens // J Clin Virol. 2019. Vol. 113. P. 35–38. doi: 10.1016/j.jcv.2019.03.002.

44. Peri A. M., Harris P. N. A., Paterson D. L. Culture-independent detection systems for bloodstream infection // Clin Microbiol Infect. 2022. Vol. 28, no. 2. P. 195–201. doi: 10.1016/j.cmi.2021.09.039.

45. Grange P. A., Jary A., Isnard C., Burrel S., Boutolleau D., Touati A., Bébéar C., Saule J., Martinet P., Robert J. L., Moulene D., Vermersch-Langlin A., Benhaddou N., Janier M., Dupin N. Use of a Multiplex PCR Assay To Assess the Presence of Treponema pallidum in Mucocutaneous Ulcerations in Patients with Suspected Syphilis // J Clin Microbiol. 2021. Vol. 59, no. 2. P. 1994-2000. doi: 10.1128/JCM.01994-20.

46. Xu J. H., Cui Y. B., Wang L. J., Nan H. J., Yang P. Y., Bai Y. L., Shi M. Y. Pathogen detection by targeted next-generation sequencing test in adult hematological malignancies patients with suspected infections // Front Med (Lausanne). 2024. Vol. 11. P. 1443596. doi: 10.3389/fmed.2024.1443596.

47. Dhama K., Karthik K., Chakraborty S., Tiwari R., Kapoor S., Kumar A., Thomas P. Loop-mediated isothermal amplification of DNA (LAMP): a new diagnostic tool lights the world of diagnosis of animal and human pathogens: a review // Pak J Biol Sci. 2014. Vol. 17, no. 2. P. 151–166. doi:10.3923/pjbs.2014.151.166.

48. Wong Y. P., Othman S., Lau Y. L., Radu S., Chee H. Y. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): a versatile technique for detection of micro-organisms // J Appl Microbiol. 2018. Vol. 124, no. 3. P. 626–643. doi: 10.1111/jam.13647.

49. Tan M., Liao C., Liang L., Yi X., Zhou Z., Wei G. Recent advances in recombinase polymerase amplification: Principle, advantages, disadvantages and applications // Front Cell Infect Microbiol. 2022. Vol. 12. P. 1019071. doi: 10.3389/fcimb.2022.1019071.

50. Munawar M. A. Critical insight into recombinase polymerase amplification technology // Expert Rev Mol Diagn. 2022. Vol. 22, no. 7. P. 725–737. doi: 10.1080/14737159.2022.2109964.

51. Ferreira J. E., Ferreira S. C., Almeida-Neto C., Nishiya A. S., Alencar C. S., Gouveia G. R., Caiaffa-Filho H., Gomes H., Santos R. T. M., Witkin S. S., Mendrone-Junior A., Sabino E. C. Molecular characterization of viruses associated with encephalitis in São Paulo, Brazil // PLoS One. 2019. Vol. 14, no. 1. P. 209993. doi: 10.1371/journal.pone.0209993.

52. Debaugnies F., Busson L., Ferster A., Lewalle P., Azzi N., Aoun M., Verhaegen G., Mahadeb B., Marchin J., Vandenberg O., Hallin M. Detection of Herpesviridae in whole blood by multiplex PCR DNA-based microarray analysis after hematopoietic stem cell transplantation // J Clin Microbiol. 2014. Vol. 52, no. 7. P. 2552–2556. doi: 10.1128/jcm.00061-14.

53. Chen E. C., Miller S. A., DeRisi J. L., Chiu C. Y. Using a pan-viral microarray assay (Virochip) to screen clinical samples for viral pathogens // J Vis Exp. 2011. Vol. 50. P. 2536. doi: 10.3791/2536.

54. Surrey L. F., Oakley F. D., Merker J. D., Long T., Vasalos P., Moncur J. T., Kim A. Next-Generation Sequencing (NGS) Methods Show Superior or Equivalent Performance to Non-NGS Methods on BRAF, EGFR, and KRAS Proficiency Testing Samples // Arch Pathol Lab Med. 2019. Vol. 143, no. 8. P. 980–984. doi: 10.5858/arpa.2018-0394-CP.

55. Moncur J. T., Bartley A. N., Bridge J. A., Kamel-Reid S., Lazar A. J., Lindeman N. L., Long T. A., Merker J. D., Rai A. J., Rimm D. L., Rothberg P. G., Vasalos P., Kim A. S. Performance Comparison of Different Analytic Methods in Proficiency Testing for Mutations in the BRAF, EGFR, and KRAS Genes: A Study of the College of American Pathologists Molecular Oncology Committee // Arch Pathol Lab Med. 2019. Vol. 143, no. 10. P. 1203– 1211. doi: 10.5858/arpa.2018-0396-CP.

56. Hogrefe W., Su X., Song J., Ashley R., Kong L. Detection of herpes simplex virus type 2-specific immunoglobulin G antibodies in African sera by using recombinant gG2, Western blotting, and gG2 inhibition // J Clin Microbiol. 2002. Vol. 40, no. 10. P. 3635–3640. doi: 10.1128/JCM.40.10.3635-3640.2002.

57. Delany-Moretlwe S., Jentsch U., Weiss H., Moyes J., Ashley-Morrow R., Stevens W., Mayaud P. Comparison of focus HerpesSelect and Kalon HSV-2 gG2 ELISA serological assays to detect herpes simplex virus type 2 antibodies in a South African population // Sex Transm Infect. 2010. Vol. 86, no. 1. P. 46–50. doi: 10.1136/sti.2009.036541.

58. Nascimento M. C., Ferreira S., Sabino E., Hamilton I., Parry J., Pannuti C. S., Mayaud P. Performance of the HerpeSelect (Focus) and Kalon enzyme-linked immunosorbent assays for detection of antibodies against herpes simplex virus type 2 by use of monoclonal antibody-blocking enzyme immunoassay and clinicovirological reference standards in Brazil // J Clin Microbiol. 2007. Vol. 45, no. 7. P. 2309–2311. doi: 10.1128/JCM.00144-07.

59. Ravi R. K., Walton K., Khosroheidari M. MiSeq: A Next Generation Sequencing Platform for Genomic Analysis // Methods Mol Biol. 2018. Vol. 1706. P. 223–232. doi: 10.1007/978-1-4939-7471-9_12.

60. Gootenberg J. S., Abudayyeh O. O., Lee J. W., Essletzbichler P., Dy A. J., Joung J., Verdine V., Donghia N., Daringer N. M., Freije C. A., Myhrvold C., Bhattacharyya R. P., Livny J., Regev A., Koonin E. V., Hung D. T., Sabeti P. C., Collins J. J., Zhang F. Nucleic acid detection with CRISPR-Cas13a/C2c2 // Science. 2017. Vol. 356, no. 6336. P. 438–442. doi: 10.1126/science.aam9321.

61. Chen J. S., Ma E., Harrington L. B., Costa M., Tian X., Palefsky J. M , Doudna J. A. CRISPR-Cas12a target binding unleashes indiscriminate single-stranded DNase activity // Science. 2018. Vol. 360, no. 6387. P. 436–439. doi: 10.1126/science.aar6245.

62. Xu Q., Zhang Y., Sadigh Y., Tang N., Chai J., Cheng Z., Gao Y., Qin A., Shen Z., Yao Y., Nair V. Specific and Sensitive Visual Proviral DNA Detection of Major Pathogenic Avian Leukosis Virus Subgroups Using CRISPRAssociated Nuclease Cas13a // Viruses. 2024. Vol. 16, no. 7. P. 1168. doi: 10.3390/v16071168.