АНТИБИОТИКОЧУВСТВИТЕЛЬНОСТЬ И АДАПТИВНЫЕ СВОЙСТВА СТАФИЛОКОККОВ, ИЗОЛИРОВАННЫХ ИЗ НАЗЕМНЫХ СОЛЯНЫХ СООРУЖЕНИЙ

Высокий адаптационный потенциал стафилококков, наряду с фенотипическим разнообразием, способствует сохранению этих бактерий в различных биотопах с экстремальными условиями, в том числе в высокоминерализованных средах.

Цель. Определить солеустойчивость, чувствительность к солям тяжелых металлов и антибиотикам, а также биопленкообразующую способность бактерий рода Staphylococcus, изолированных с соляных поверхностей сильвинитовых и галитовых сооружений.

Материалы и методы. Идентификацию микроорганизмов проводили с использованием диагностического набора «СТАФИ тест 24» и на основании анализа нуклеотидной последовательности гена 16S рРНК. Биологические свойства бактерий изучали стандартными методами. Толерантность стафилококков к NaCl, KCl и солям тяжелых металлов определяли методом серийных разведений.

Результаты. Изучены гемолитическая активность, биопленкообразующая способность, антибиотикочувствительность, резистентность к солям тяжелых металлов, натрия и калия 26 штаммов бактерий рода Staphylococcus. 16 (61,5 %) культур показали устойчивость к макролидам, 3культуры к оксациллину, что, возможно, свидетельствует об их антропогенном происхождении. При изучении солеустойчивости стафилококков показано, что минимальная бактерицидная концентрация хлоридов натрия и калия для большинства культур были более 5 М, при этом ингибирующее действие KCl на рост бактерий было менее выражено. Культуры бактерий Staphylococcus aureus по сравнению с коагулазоотрицательными стафилококками демонстрировали лучший рост и более интенсивное биопленкообразование в присутствии солей натрия. Толерантность стафилококков к тяжелым металлам уменьшалась в ряду: Mn ≥ Сu > Ni > Zn > Cd. Резистентность к макролидам сопровождалась толерантностью к соли Cd, тогда как чувствительные к этому антибиотику культуры показывали устойчивость к высоким концентрациям Mn. У последних была более выражена способность к биопленкообразованию по сравнению с устойчивыми штаммами.

Заключение. Проявление дифференциальной чувствительности стафилококков к изученным факторам дает дополнительную информацию для оценки экологического потенциала данных микроорганизмов и понимания вопросов, связанных с их распространением и выживаемостью в клинических условиях.

1. Беляева Е. В., Ермолина Г. Б., Борискина Е. В., Кряжев Д. В., Шкуркина И. С. Мониторинг биоплен - кообразующей способности у циркулирующих в детском стационаре коагулазонегативных стафилококков // Медицинский альманах. 2018. Т. 55, № 4. С. 26-30.

2. Дерябин Д. Г., Фот Н. П. Видовое разнообразие стафилококков в воздушной среде и организме носителей в условиях техногенного химического воздействия // Гигиена и санитария. 2005. № 5. С. 36.

3. Šolić M., Krustulović N. Presence and survival of Staphylococcus aureus in the coastal area of Split (Adriatic Sea) // Marine Pollution Bulletin.1994. Vol. 28, no. 11.Р. 696-700.

4. Tolba O., Loughrey A., Goldsmith C. E., Millar B. C., Rooney P. J., Moore J. E. Survival of epidemic healthcare (HA-MRSA) and community associated (CA-MRSA) methicillin resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in river -, sea -, and swimming pool water // International Journal of Hygiene and Environmental Health.2008. Vol. 211, no. 3-4. Р. 398-402.

5. Тарасова Т. Ф., Байтелова А. И., Гурьянова Н. С., Байтелов В. И. Состояние экосистем в условиях загрязнения окружающей среды предприятиями агропромышленного комплекса // Вестник Оренбургского государственного университета. 2015. Т. 185, № 10. С. 441-444.

6. Engel A. S. Microbial diversity of cave ecosystems / In: Geomicrobiology: Molecular and Environmental Perspective. Dordrecht, Heidelberg, London, New York : Springer, 2010. Р. 219-238.

7. Kelly W. R., Panno S. V., Hackley K. C., Martinsek A. T., Krapac I. G, Weibel C. P., Storment E. C. Bacteria contamination of groundwater in a mixed landuse karst region // Water Quality, Exposure and Health. 2009. Vol. 1, no. 2. Р. 69-78.

8. Adekanmbi A. O., Falodun O. I. Heavy metals and antibiotics susceptibility profiles of Staphylococcus aureusisolated from several points receiving daily input from the Bodija abattoir in Ibadan, Oyo state, Nigeria // Advances in Applied Microbiology. 2015. Vol. 13, no. 5. P. 871-880.

9. Fracchia L., Pietronave S., Rinaldi M., Martinotti G. M. Site related airborne biological hazard and seasonal variations in two wastewater treatment plants // Water Reseacrh. 2006. Vol. 40, no. 10. Р. 1985-1994.

10. Otto M. Staphylococci in the human microbiome: the role of host and interbacterial interactions // Current Opinion in Microbiology. 2020, no. 53. Р. 71-77.

11. Гостев В. В., Сидоренко С. В. Метициллинрезистентные золотистые стафилококки: проблема распространения в мире и России // Фарматека. 2015. Т. 299, № 6. С. 30-38.

12. Мулюкин А. Л., Сузина Н. Е., Мельников В. Г., Гальченко В. Ф., Эль-Регистан Г. И. Состояние покоя и фенотипическая вариабельность у Staphylococcus aureus и Corynebacterium pseudodiphtheriticum // Микробиология. 2014. Т. 83, № 1. С. 15-27.

13. Маянский А. Н., Чеботарь И. В. Стафилококковые биопленки: структура, регуляция, отторжение // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2011. № 1.С. 101-108.

14. Tsai M., Ohniwa R. L., Kato Y., Takeshita S. L., Ohta T., Saito S. Staphylococcus aureus requires cardiolipin for survival under conditions of high salinity // BMC Microbiology. 2011. Vol. 11, no. 13. P. 1-2.

15. Kahankova J., Pantucek R., Goerke C., Ruzickova V., Holochova P., Doskar J. Multilocus PCR typing strategy for differentiation of Staphylococcus aureussiphoviruses reflecting their modular genome structure // Environmental Microbiology. 2010. Vol. 12, no. 9. Р. 2527-2538.

16. Oger C., Mahillon J., Petit F. Distribution and diversity of a cadmium resistance (cadA) determinant and occurrence of IS257 insertion sequences in Staphylococcal bacteria isolated from a contaminated estuary (Seine, France) // FEMS Microbiology Ecology. 2003. Vol. 43, no. 2. Р. 173-183.

17. Xue H., Wu Z., Li L., Li F., Wang Y., Zhao X. Coexistence of heavy metal and antibiotic resistance within a novel composite staphylococcal cassette chromosome in a Staphylococcus haemolyticusisolate from bovine mastitis milk // Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2015. Vol. 59, no. 9. Р. 5788-5792.

18. Abulreesh H. H. Multidrug-resistant staphylococci in the environment // International Conference on Biotechnology and Environment Management IPCBEE. 2011, Vol. IACSIT Press, Singapoore.

19. Argudín M. A., Lauzat B., Kraushaar B., Alba P., Agersø Y., Cavaco L. M. Medicine heavy metal and disinfectant resistance genes among livestock associated methicillin resistant Staphylococcus aureus isolates // Veterinary Microbiology. 2016, no. 19. P. 88-95.

20. Chudobova D., Dostalova S., Blazkova I., Michalek P., Ruttkay Nedecky B., Sklenar M. Effect of ampicillin, streptomycin, penicillin and tetracycline on metal resistant and nonresistant Staphylococcus aureus // International Journal of Environmental Research and Public Health. 2014. Vol. 11, no. 3. P. 3233-3255.

21. Федотова М. Ю., Горовиц Э. С., Баранников В. Г. Особенности микрофлоры воздушной среды соляных микроклиматических палат // Пермский медицинский журнал. 2005. Т. 22, № 3. С. 118-121.

22. Frączek K., Gorny R. L. Microbial air quality at Szczawnica sanatorium, Poland // Annals of Agricultural and Environmental Medicine. 2011. Vol. 18, no. 1. Р. 63-71.

23. Кузнецова М. В., Маммаева М. Г., Кириченко Л. В., Шишкин М. А., Демаков В. А. Структура микробных сообществ наземных соляных сооружений Пермского края // Вестник ПГУ. Серия: Биология. 2020. № 2. С. 120-127.

24. Baker G. C., Smith J. J., Cowan D. A. Review and reanalysis of domain specific 16S primers // Journal of Microbiological Methods. 2003. Vol. 55, no. 3. P. 541-555.

25. O`Toole G. F., Kaplan H. B., Kolter R. Biofilm formation as microbial development // Annual Review of Microbiology. 2000. no. 54. Р. 49-79.

26. Kuroda M., Tanaka Y., Aoki R., Shu D., Tsumoto K., Ohta T. Staphylococcus aureus giant protein Ebh is in volved in tolerance to transient hyperosmotic pressure // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2008. Vol. 374, no. 2. Р. 237-241.

27. Crompton M. J., Dunstan R. H., Macdonald M. M., Gottfries J., Von Eiff C., Roberts T. K. Small changes in environmental parameters lead to alterations in antibiotic resistance, cell morphology and membrane fatty acid composition in Staphylococcus lugdunensis // PLoS ONE. 2014. Vol. 9, no. 4. P. 92296.

28. Song L., Zhang Y.,Chen W., Gu T., Zhang S., Jia Q. Mechanistic insights into staphylopine mediated metal acquisition // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2018. Vol. 115, no. 15. Р. 3942-3947.

29. Степанов А. С., Васильева Н. В. Оценка распространенности механизмов устойчивости Staphylococcus spp. среди изолятов, выделенных из клинического материала // Проблемы медицинской микологии. 2016. Т. 18, № 3. С. 45-48.

30. Otsuka T., Zaraket H., Takano T., Saito K., Dohmae S., Higuchi W. Macrolide-lincosamide-streptogramin B resistance phenotypes and genotypes among Staphylococcus aureus clinical isolates in Japan // Clinical Microbiology and Infection. 2007. Vol. 13, no. 3. Р. 325-327.

31. Petrikkos G., Vallianou N., Evangelopoulos A., Gourni M., Bagatzouni D., Syriopoulou V. Prevalence of macrolide resistance genes among staphylococci in Cyprus // Journal of Chemotherapy. 2006. Vol. 18, no. 5. Р. 480-484.

32. Uzun B., Güngör S., Pektaş B., Gökmen A. A., Yula E., Koçal F. Macrolide-lincosamide-streptogramin B (MLSB) resistance phenotypes in clinical Staphylococcus isolates and investigation of telithromycin activity // Mikrobiyoloji Bülteni. 2014. Vol. 48, no. 3. Р. 469-476.

33. Di Bonaventura G., Monaco M., de Araujo F. P., Baldassarri L., Pantosti A. Adhesion and biofilm formation by Staphylococcus aureus clinical isolates under conditions relevant to the host: relationship with macrolide resistance and clonal lineages // Journal of Medical Microbiology. 2019. Vol. 68, no. 2. P. 148-160.

34. Isenberg H. D. (ed.). Clinical microbiology procedures handbook, 2nd ed. Washington, DC: ASM Press, American Society Press for Microbiology. 2004. 2298 р. doi: 10.1016/j.diagmicrobio.2004.11.003.

35. Omotoyinbo O. V., Omotoyinbo B. I. Effect of varying NaCl concentrations on the growth curve of Escherichia coli and Staphylococcus aureus // Cell Biology. 2016. Vol. 4, № 5. Р. 31-34.

36. Abu-Ghazaleh B. M. Effect of sodium chloride on subsequent survival of Staphylococcus aureus in various preservatives // Journal of Food Sciences and Nutrition. 2016. Vol. 11, no. 7. P. 955-963.

37. Choi S., Jung J., Jeon C. O., Park W.Comparative genomic and transcriptomic analyses of NaCl tolerant Staphylococcus sp. OJ82 isolated from fermented seafood // Applied Microbiology and Biotechnology. 2014. Vol. 98, no. 2. 807-822.

38. Issazadeh K., Jahanpour N., Pourghorbanali F., Raeisi G., Faekhondeh J. Heavy metals resistance by bacterial strains // Annals of Biological Research. 2013. Vol. 4, no. 2. Р. 60-63.

39. Yazdankhah S., Skjerve E., Wasteson Y. Antimicrobial resistance due to the content of potentially toxic metals in soil and fertilizing products // Microbial Ecology in Health and Disease. 2018. Vol. 29, no. 1. P. 1548248.

40. Singh A., Mishra M., Tripathi P., Sachan S. Resistance of heavy metals on some pathogenic bacterial species // African Journal of Microbiology Research. 2015. Vol. 9, no. 16. Р. 1162-1164.

41. Lina A. S., Al-Saadi D. Heavy metals tolerance and antibiotics susceptibility profiles of Staphylococcus aureus strains isolated from clinical sources in Baquba city // Maghrebian Journal of Pure and Applied Science. 2017. Vol. 13, no. 1. Р. 130-144.

42. Onyango L. A., Alreshidi M. M. Adaptive Metabolism in staphylococci: survival and persistence in environmental and clinical settings // Journal of Pathogens. 2018. Vol. 2018, no. 378. Р. 1-11.

43. Chan P. F., Foster S. J. The role of environmental factors in the regulation of virulence determinant expression in Staphylococcus aureus 8325-4 // Microbiology. 1998. Vol. 144, no. 9. P. 2469-2479.