Изучение антимикробной активности пробиотического штамма Streptococcus salivarius

При лечении заболеваний ротовой полости антибиотики приводят к полирезистентности бактерий, поэтому необходим поиск альтернативных методов лечения. Перспективным направлением является использование пробиотиков с антимикробным потенциалом. Цель исследования – оценить антимикробную активность пробиотического штамма Streptococcus salivarius M18 против штаммов Escherichia coli, Staphylococcus aureus в зависимости от среды культивирования. Материалы и методы. Изучали ростовые параметры штамма Streptococcus salivarius М18 в молочно-ростовой среде, стрептококковом бульоне, тиогликолевой среде (Россия) путём ежедневного измерения оптической плотности культуральных жидкостей при длине волны 600 нм на спектрофотометре PowerWave X (США) через каждые 24 ч. Общий срок наблюдения – 15 сут. Ежедневно оценивали антимикробную активность культуральной жидкости диско-диффузионным методом против штаммов Staphylococcus aureus, Escherichia coli на агаре Мюллера ‒ Хинтона. Оценивали концентрацию молочной кислоты в культуральной жидкости при помощи набора «Молочная кислота – Ольвекс» (Россия). Оценивали чувствительность Staphylococcus aureus и Escherichia coli с помощью диско-диффузионного метода к антибиотикам и антисептикам, применяемым в стоматологической практике – цефтриаксону, амоксициллину с клавулановой кислотой, ципрофлоксацину, клиндамицину, линкомицину, а также хлоргексидину, борной кислоте и гипохлориту. Для статистического анализа результатов использовали методы описательной статистики, критерия Дункана и коэффициента корреляции. Результаты. Установлено, что в молочно-ростовой среде штамм Streptococcus salivarius M18 обладает выраженными ростовыми параметрами и проявляет высокую функциональную активность. Зона задержки роста Staphylococcus aureus при использовании 3-суточной культуральной жидкости составила 7 ± 1 мм. При удлинении срока культивирования до 7 сут. зона задержки роста Staphylococcus aureus была 7 ± 1 мм, а Escherichia coli – 10 ± 1 мм. Через 10 сут. инкубации в молочно-ростовой среде культуральная жидкость штамма Streptococcus salivarius подавляла рост Staphylococcus aureus (11,7 ± 0,5 мм) и Escherichia coli (13,3 ± 1,1 мм). В тиогликолевой среде и стрептококковом бульоне штамм проявлял меньшие ростовые свойства, а антимикробная активность не проявлялась до 15 сут. Заключение. Антимикробная активность штамма Streptococcus salivarius М18 зависит от состава питательной среды. Наиболее выраженные ростовые параметры и функциональная активность наблюдается в молочно-ростовой среде. 

1. Deo P. N., Deshmukh R. Oral microbiome: Unveiling the fundamentals // Journal of Oral and Maxillofacial Pathology. 2019. Vol. 23, no. 1. P. 122‒128. doi: 10.4103/jomfp.JOMFP_304_18.

2. King A. M., Zhang Z., Glassey E., Siuti P., Clardy J., Voigt C. A. Systematic mining of the human microbiome identifies antimicrobial peptides with diverse activity spectra // Nature Microbiology. 2023. Vol. 8, no. 12. P. 2420‒2434. doi: 10.1038/s41564-023-01524-6.

3. Li Y., Liu J., Guan T., Zhang Y., Chen Q., Liu H., Liu C., Luo W., Chen H., Chen L., Zhao T. The submandibular and sublingual glands maintain oral microbial homeostasis through multiple antimicrobial proteins // Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 2023. Vol. 12. P. 1057327. doi: 10.3389/fcimb.2022.1057327.

4. Liu F., Liang, T., Zhang Z., Liu L., Li J., Dong W., Zhang H., Bai S., Ma L., Kang L. Effects of altitude on human oral microbes // AMB Express. 2021. Vol. 11, no. 1. P. 41. doi: 10.1186/s13568-021-01200-0.

5. Baty J. J., Stoner S. N., Scoffield J. A. Oral Commensal Streptococci: Gatekeepers of the Oral Cavity // Journal of Bacteriology. 2022. Vol. 204, no. 11. P. e0025722. doi: 10.1128/jb.00257-22.

6. Abranches J., Zeng L., Kajfasz J. K., Palmer S. R., Chakraborty B., Wen Z. T., Richards V. P., Brady L. J., Lemos J. A. Biology of Oral Streptococci // Microbiology Spectrum. 2018. Vol. 6, no. 5. doi: 10.1128/microbiolspec.GPP3-0042-2018.

7. Suarez J. E. Microbiota autоctona, probiоticos y prebiоticos [Autochthonous microbiota, probiotics and prebiotics] // Nutricion Hospitalaria. 2015. Vol. 31 Suppl 1. P. 3‒9. doi: 10.3305/nh.2015.31.sup1.8701.

8. Kanwar I., Sah A. K., Suresh P. K. Biofilm-mediated Antibiotic-resistant Oral Bacterial Infections: Mechanism and Combat Strategies // Current Pharmaceutical Design. 2017. Vol. 23, no. 14. P. 2084‒2095. doi: 10.2174/1381612822666161124154549.

9. Pathak J. L., Yan Y., Zhang Q., Wang L., Ge L. The role of oral microbiome in respiratory health and diseases // Respiratory Medicine. 2021. Vol. 185. P. 106475. doi: 10.1016/j.rmed.2021.106475.

10. Bloch S., Hager-Mair F. F., Andrukhov O., Schаffer C. Oral streptococci: modulators of health and disease // Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 2024. Vol. 14. P. 1357631. doi: 10.3389/fcimb.2024.1357631.

11. Potempa J., Mydel P., Koziel J. The case for periodontitis in the pathogenesis of rheumatoid arthritis // Nature Reviews Rheumatology. 2017. Vol. 13, no. 10. P. 606‒620. doi: 10.1038/nrrheum.2017.132.

12. Bui F. Q., Almeida-da-Silva C. L. C., Huynh B., Trinh A., Liu, J., Woodward J., Asadi H., Ojcius D. M. Association between periodontal pathogens and systemic disease // Journal Biomed. 2019. Vol. 42, no. 1. P. 27‒35. doi: 10.1016/j.bj.2018.12.001.

13. Madhavan A., Arun K. B., Sindhu R., Krishnamoorthy J., Reshmy R., Sirohi R., Pugazhendi A., Awasthi M. K., Szakacs G., Binod, P. Customized yeast cell factories for biopharmaceuticals: from cell engineering to process scale up // Microbial Cell Factories. 2021. Vol. 20, no. 1. P. 124. doi: 10.1186/s12934-021-01617-z14.

14. Lund P. A., De Biase D., Liran O., Scheler O., Mira N. P., Cetecioglu Z., Fernandez E. N., Bover-Cid S., Hall R., Sauer M., O'Byrne C. Understanding How Microorganisms Respond to Acid pH Is Central to Their Control and Successful Exploitation // Frontiers in Microbiology. 2020. Vol. 11. P. 556140. doi: 10.3389/fmicb.2020.556140.

15. Kassim A., Omuse G., Premji Z., Revathi G. Comparison of Clinical Laboratory Standards Institute and European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing guidelines for the interpretation of antibiotic susceptibility at a University teaching hospital in Nairobi, Kenya: a cross-sectional study // Annals of clinical microbiology and antimicrobials. 2016. Vol. 15, no. 21. doi: 10.1186/s12941-016-0135-3.

16. Андреева И. В., Стецюк О. У. Новый пробиотический штамм Streptococcus salivarius K12 в клинической практике // Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2019. T. 21, № 2. С. 92‒99.

17. Тахавиев И. Г., Алимов А. М. Изучение роста микроорганизмов рода streptococcus на различных питательных средах // Ученые записки Казанской государственной академии ветеринарной медицины им. Н. Э. Баумана. 2018. Т. 234, № 2. С. 190‒195.

18. Федорова О. В., Понкратова С. А., Валеева Р. Т., Исламгулов И. Р. Питательные среды в производствах медицинских и ветеринарных препаратов // Вестник Казанского технологического университета. 2017. Т. 20, № 4. С. 130‒133.

19. Джафаров Э. М., Эдишерашвили У. Б., Мусаев М. Г., Стоматов Д. В., Долгалев А. А., Бурлакова Л. А., Шульга Г. С., Юсупов Х. Р. Перспективы применения пробиотиков на основе s. salivarius в стоматологии. Обзор литературы // Главный врач Юга России. 2021. Т. 6, № 81. С. 4‒7.